Die Kombination aus mehrfacher Pflanzenwachstumsförderung und hydrolytischen Enzymen produzierenden Rhizobakterien und deren Wirkung auf die Wachstumsverbesserung von Topinambur

Scientific Reports Band 13, Artikelnummer: 5917 (2023) Diesen Artikel zitieren

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Rhizobakterien sind für ihre vorteilhaften Multifunktionen als wichtige Förderer der Pflanzenentwicklung, der Unterdrückung von Krankheitserregern und der Verbesserung der Bodengesundheit bekannt. In dieser Studie konzentrierten sich die Experimente auf die Charakterisierung der Merkmale der Pflanzenwachstumsförderung (PGP) und der extrazellulären Hydrolaseproduktion von Rhizobakterien sowie deren Auswirkungen auf das Wachstum von Topinambur. Insgesamt 50 Isolate zeigten entweder direkte PGP- oder Hydrolase-produzierende Eigenschaften. Zwei vielversprechende Stämme (Enterobacter cloacae S81 und Pseudomonas azotoformans C2-114) zeigten Potenzial für die Solubilisierung von Phosphat und Kalium, die IAA-Produktion sowie die 1-Aminocyclopropan-1-carbonsäure-Desaminase-Aktivität und Hydrolase-Produktion. Ein Hydrolase-produzierender Stamm (Bacillus subtilis S42) war in der Lage, Cellulase, Protease, Amylase, β-Glucosidase und Phosphatase zu erzeugen. Diese drei ausgewählten Stämme lieferten auch positive Ergebnisse für indirekte PGP-Merkmale wie Siderophor, Ammoniak, Oxalatoxidase, Polyamin, Exopolysaccharid, Biofilm, Motilität und Toleranz gegenüber Salzgehalt und Trockenstress. Die Kolonisierung wurde mit einem Rasterelektronenmikroskop beobachtet und Rhizobakterien traten auf der Wurzeloberfläche auf. Interessanterweise erhöhte die Inokulation mit Konsortienstämmen (S42, S81 und C2-114) alle Pflanzenparameter, einschließlich Höhe, Biomasse, Wurzel (Länge, Oberfläche, Durchmesser und Volumen) und Frischgewicht der Knollen, signifikant. Daher empfehlen wir, potenzielle Konsortien aus PGP und Hydrolase produzierenden Rhizobakterien als Biodünger einzusetzen, um den Boden zu verbessern und die Pflanzenproduktivität zu steigern.

Topinambur, allgemein bekannt als Topinambur (Helianthus tuberosus L.), ist aufgrund der weit verbreiteten Verwendung seiner Knolle eine der ertragreichsten Nutzpflanzen1,2. Die Knolle ist reich an Inulin, einer Art Präbiotikum, das das Wachstum nützlicher Mikroorganismen im Dickdarm fördert und den Cholesterinspiegel, den Blutzucker und das Risiko einer Dickdarmentzündung sowohl bei Menschen als auch bei Tieren senkt3. In der Bioethanolindustrie gilt die Sunchoke-Knolle aufgrund ihrer schnellen Ernte als potenzielles alternatives Material für die Ethanolproduktion, ähnlich wie Maiskörner, Zuckerrohr und Maniok4. Darüber hinaus wirken bioaktive Substanzen in den Blättern und Blüten als Antibiotika, Entzündungshemmer und Antioxidantien1. Die Anlage hat erhebliche Auswirkungen auf die Sektoren Landwirtschaft, Lebensmittelproduktion, Bioenergie und Pharmazie. In Thailand wurden mehrere Genotypen erfolgreich in geeigneten Plantagen für hohe Erträge entwickelt5,6. Die hohe Produktivität dieser Kulturpflanze wird jedoch durch den Einsatz hoher Dosen synthetischer Düngemittel1 gefördert. Der Einsatz chemischer Düngemittel führt zu einem Nährstoffungleichgewicht in den Böden und führt zu Umweltverschmutzung1,7. Daher ist es von entscheidender Bedeutung, nachhaltige landwirtschaftliche Praktiken zu erreichen und das Ökosystem vor Schäden zu schützen.

Der Einsatz nützlicher Mikroben ist eine umweltfreundliche Methode, die die Produktivität der Pflanzen und die Bodenpflege erleichtert. Nützliche Mikroben verfügen über zwei Strategien zur direkten und indirekten Förderung der Pflanzenproduktivität: Förderung des Pflanzenwachstums (PGP) und Unterdrückung von Phytopathogenen8. Pflanzenwachstumsfördernde Mikroorganismen (PGPM) spielen eine Rolle bei der Verbesserung des Pflanzenwachstums mit mehreren anerkannten Merkmalen: Fixierung von Stickstoffgas; Bereitstellung löslicher anorganischer Formen von Phosphat, Kalium, Zin und Silizium; und die Synthese von Pflanzenhormonen wie Cytokinin, Gibberellin und Indol-3-essigsäure (IAA)8, die starke Auswirkungen auf die Wurzeloberfläche und -verlängerung haben9. PGPM kann eine 1-Aminocyclopropan-1-carbonsäure (ACC)-Desaminaseaktivität erzeugen, die den Ethylenspiegel senkt, was Pflanzen dabei hilft, biotische und abiotische Stressfaktoren zu tolerieren10. Darüber hinaus tragen verschiedene indirekte Mechanismen, einschließlich Schwefeloxidation und Produktion von Signalmolekülen für die Übertragung von Bakterien auf Pflanzen (z. B. Oligosaccharide, Peptide), zu den wachstumsfördernden Eigenschaften von PGP-Rhizobakterien auf Pflanzen bei11. Die von den PGP-Rhizobakterien freigesetzte Hydrolase hat vielfältige Aufgaben. Es unterdrückt nicht nur Krankheitserreger, sondern baut auch organische Stoffe ab und zirkuliert Bodennährstoffe in der Rhizosphärenzone12,13,14. Hydrolasen wie Cellulase, Protease und Amylase aus Bakterien sind wirksamere Katalysatoren12,13. Cellulase, Amylase und β-Glucosidase stehen im Zusammenhang mit der Rotation des organischen Kohlenstoffs, der von Pflanzen und Mikroorganismen als Nahrungsquelle genutzt wird. Das Cellulase-Enzym wandelt Cellulose in organischer Substanz in Cellobiose, Glucose und Oligosaccharid um15. Amylase wandelt Stärke in Oligosaccharide und Maltose um, während β-Glucosidase Cellobiose in Glucose umwandelt. Als Bodenqualitätsindikatoren werden β-Glucosidase und Phosphatase eingesetzt15. Die Gesundheit des Bodens kann von diesen Funktionen abhängen, die sich in den Fähigkeiten der Mikroben im Boden ausdrücken. Daher ist es wichtig, ein neuartiges PGP-Bakterium zu finden, das als Bioimpfmittel mit mehreren Eigenschaften für potenzielle Impfmittel bei der Entwicklung zur Verbesserung des Pflanzenwachstums, der Biokontrolle und der Bodensanierung verwendet werden kann.

In einigen Studien wurde das Potenzial von PGP-Mikrobenisolaten aus Sunchoke-Gewebe und Rhizosphärenboden beschrieben. Zum Beispiel wirksamer endophytischer Bacillus sp. stimulierte das Wachstum und den Ertrag beim Anbau mit begrenztem Wasser3,16. Exserohilum rostratum, ein neuartiger wirksamer Pilzendophyt, wurde auch von Khaekhum et al.2 beschrieben. Suebrasri et al.17 entdeckten, dass neuartige Endophyten mit fungiziden Metaboliten die Sklerotiumerkrankung unterdrücken. Daher dienen die Rhizosphäre und das Gewebe von Sunchoke als Pool nützlicher Mikroorganismen zur Identifizierung potenzieller Stämme, die sich umfassend auf die Pflanzenproduktivität auswirken. Daher haben wir wirksame Stämme kategorisiert, die die folgenden Funktionen erfüllen: (i) in vitro PGP-Merkmale produzieren und/oder Hydrolase produzieren; (ii) Sunchoke-Wurzeln besiedeln; (iii) das Wachstum von Topinambur fördern. Unseres Wissens liegen bisher keine Berichte über Hydrolase-Enzymaktivitäten von aus Topinambur isolierten Rhizobakterien und deren wachstumsfördernde Wirkung vor. Ziel dieser Studie war es, Rhizobakterien hinsichtlich ihrer potenziellen Förderung des Pflanzenwachstums und der Aktivitäten zur Produktion hydrolytischer Enzyme zu charakterisieren. Proben wurden aus der Rhizosphäre der Topinambursorte HEL65 isoliert und in einem Topfexperiment auf einen möglichen synergistischen Effekt von PGP-Rhizobakterien und hydrolytischen Enzymen produzierenden Rhizobakterien bei der Steigerung des Wachstums von Topinambur untersucht. Wir stellten die Hypothese auf, dass der Einsatz von PGP-Rhizobakterien mit multifunktionalen Aktivitäten positive Auswirkungen auf das Pflanzenwachstum haben könnte.

Insgesamt 50 Rhizobakterien, bestehend aus 23 Isolaten, wurden aus bodenextrahiertem Medium gescreent und 27 Isolate wurden aus R2A-Medium isoliert. Sie zeigten jeweils mindestens ein PGP-Merkmal oder ein extrazelluläres Enzym produzierendes Merkmal (siehe Tabelle 1). 26 Isolate (52 %) produzierten ACC-Deaminase, während 14 Isolate (28 %) eine IAA-Produktion zeigten. Bei 22 (44 %) bzw. 24 (48 %) der Isolate wurde eine Solubilisierung von Phosphat und Kalium festgestellt. Bezüglich des Hydrolase-produzierenden Tests zeigten unsere Ergebnisse, dass die Mehrheit der Isolate (56 %) β-Glucosidase freisetzte. Zweiundzwanzig Isolate oder 44 % besaßen cellulolytische und proteolytische Enzyme mit einer klaren Zone. Pseudomonas azotoformans C2-114 zeigte β-Glucosidase- und Urease-Aktivitäten.

Die Ergebnisse zeigten, dass die Isolate S81, R15 und R72 alle direkten PGP-Merkmale aufwiesen, einschließlich Stickstofffixierung, Phosphat- und Kalium-Solubilisierung, IAA-Produktion und ACC-Desaminase. Die PGP-Isolate zeigten auch die Aktivität einer oder zweier Hydrolasen. Den Ergebnissen der Hydrolase-produzierenden Aktivität zufolge wiesen drei Isolate, S12, S42 und S51, mehrere Enzymproduktionsmerkmale auf, darunter Cellulase, Protease, Amylase, β-Glucosidase und Phosphatase. Wir haben S42 für weitere Untersuchungen ausgewählt, da es im Vergleich zu den anderen Isolaten die deutlich höchsten Cellulase- und Amylaseaktivitäten aufweist.

Rhizobakterielle Isolate, die PGP-Aktivitäten erhalten, und P. azotoformans C2-114, die in dieser Studie verwendet wurden und den quantitativen Test der PGP-Aktivitäten durchführten. Es wurde festgestellt, dass P. azotoformans C2-114 das positive Ergebnis für alle direkten PGP-Eigenschaften zeigte (Abb. 1). 22 Stämme waren in der Lage, anorganisches Phosphat im Überstand aufzulösen. Stamm C2-114 wies den höchsten Gehalt an verfügbarem Phosphor auf (49,68 µg mL−1), was sich deutlich von anderen Isolaten unterschied (p < 0,05). Darüber hinaus wurde das maximal verfügbare Kalium (1,28 µg mL−1) im zellfreien Überstand von C2-114 gemessen. L-Tryptophan wurde dem TSB-Medium zugesetzt, um das IAA-Hormon zu produzieren. Das Isolat S81 produzierte 13,53 µg mL-1 IAA, deutlich mehr als andere Isolate. Die Menge an α-Ketobutyrat hydrolysiertem ACC, einem der Nebenprodukte, die beim Abbau des AAC-Substrats durch ACC-Desaminaseaktivität entstanden. Wir fanden heraus, dass zwei Isolate, S81 und R83, die höchsten Mengen an α-Ketobutyrat-Produktion im Bereich von 6,64–6,95 mM h−1 mg−1 Protein ergaben. S81 wurde ausgewählt, weil es die höchste ACC-Desaminase- und IAA-Syntheseaktivität erzeugte und C2-114 in erheblichem Maße zur Phosphat- und Kalium-Solubilisierung fähig war.

Quantifizierung der PGP-Aktivitäten einschließlich Phosphat-Solubilisierung (A), Kalium-Solubilisierung (B), Indol-3-Essigsäure-Produktion (C) und ACC-Desaminase (D) von PGP-Isolaten. Unterschiedliche Buchstaben auf den Balken stellen laut LSD-Test signifikante Unterschiede (p < 0,05) dar.

Die ausgewählten Isolate S42 und S81 wurden anhand der 16S-rRNA-Gensequenzen identifiziert. Die vollständigen Sequenzen der Bakterien S42 und S81 stimmten mit den verfügbaren Sequenzen für Bacillus subtilis (100 % Identität) bzw. Enterobacter cloacae (100 % Identität) überein. In der phylogenetischen Analyse bildete S42 die feste Gruppe mit dem Stamm TAVG03T vom Typ Bacillus subtilis (Abb. 2). In Bezug auf S81 wurde eine Klade gefunden, die zum Enterobacter cloacae-Typ-Stamm QsEp A&N 15A7T gehört (Abb. 2).

Der phylogenetische Baum basierend auf 16S-rDNA-Nukleotidsequenzen von S81 (A) und S42 (B) wurde unter Verwendung des Neighbor-Joining mit 1000 Replikaten von Bootstrap erstellt. Der Bootstrap-Wert wird auf den Knoten angezeigt. Zur Berechnung der Evolutionsdistanz wurde die maximale Wahrscheinlichkeit verwendet.

S42, S81 und C2-114 wurden auf andere PGP-Fähigkeiten untersucht: Motilität und Toleranz gegenüber NaCl- und PEG-Konzentrationen (Tabelle 2). S42 hemmte das Wachstum von S. rolfsii, während die anderen beiden PGP-Isolate nicht in der Lage waren, Pathogene anzutagonisieren. S81 und C2-114 zeigten mehrere Wirkungen, darunter Siderophor- und Ammoniakproduktion, Oxalatoxidase und Polyaminsynthese. Drei Stämme erwiesen sich als in der Lage, EPS und Biofilm zu produzieren. C2-114 zeigte die größte Toleranz gegenüber abiotischen Belastungen wie Salzen, Trockenheit und hohen Temperaturen. S42, S81 und C2-114 waren beweglich, wobei S42 unter den untersuchten Tieren den größten Durchmesser aufwies. Es gab Hinweise darauf, dass alle ausgewählten Stämme indirekte PGP-Eigenschaften und abiotische Toleranz besitzen. Das Rasterelektronenmikroskop (REM) zeigte die Besiedlungswirksamkeit von Topinamburwurzeln (Abb. 3). Unsere Ergebnisse zeigten, dass die Wurzeloberfläche von Bakterienzellen besiedelt war. Zellen von drei Stämmen waren in der Nähe der epidermalen rauen Oberfläche verteilt.

Rasterelektronenmikroskopische Aufnahme von Topinamburwurzeln. Geclusterte Zellen werden durch weiße Pfeilspitzen dargestellt. (A) Kontrolle, (B) Pflanze mit B. subtilis S42 beimpft, (C) Pflanze mit E. cloacae S81 beimpft, (D) Pflanze mit P. azotoformans C2-114 beimpft.

Ausgewählte Isolate wie S42, S81 und C2-114 wurden auf Biokompatibilität untersucht. Die Ergebnisse zeigten keine Wachstumshemmzone an der Kreuzungsstreifenbildung. Dieser Befund deutete darauf hin, dass die Isolate zur Pflanzenimpfung gemischt werden konnten. Die Photosyntheserate (Pn), die stomatale Leitfähigkeit (Sc) und die Transpirationsrate (Tr) wurden bei 30, 60 und 90 DAT überwacht, um die Auswirkungen von PGP-Bakterien zu beurteilen (Abb. 4). Sowohl bei der Behandlung mit Bakterien als auch bei der unbehandelten Behandlung kam es zu einer Verringerung der Photosyntheserate, der stomatären Leitfähigkeit und der Transpirationsrate. Die ausgewählten Isolate hatten unterschiedliche Auswirkungen auf die Pflanzenhöhe und das Frischgewicht der Knollen (Abb. 5). Die Konsortialbehandlungen (S42, S81, C2-114) erhöhten die Pflanzenhöhe (11,6 %), das Trockengewicht der Triebe (10,8 %), das Trockengewicht der Wurzeln (63,8 %) und die Biomasse (24,4 %) signifikant (p < 0,05) (Abb . 6) im Vergleich zur Kontrolle. Eine einzelne Inokulumbehandlung (S81 und C2-114) hatte die Wirkung, die Pflanzenhöhe und Biomasse bei 60 DAT bis zum Erntezeitpunkt zu erhöhen. Allerdings führten S81 und C2-114 zu keiner Verbesserung der Wurzellänge und Wurzeloberfläche, wohingegen gemischte Inokulums die Wurzellänge, den Wurzeldurchmesser, die Wurzeloberfläche und das Wurzelvolumen positiv beeinflussten (Abb. 7). Darüber hinaus erhöhte die Konsortialbehandlung das Frischgewicht der Knollen bei 24,2 % deutlich.

Auswirkung der Bakterienimpfung auf Photosyntheseparameter, einschließlich Photosyntheserate (A), stomatale Leitfähigkeit (B) und Transpirationsrate (C). W: nicht inokulierte Pflanze als Kontrolle, S4: B. subtilis S42, S8: E. cloacae S81, C2: P. azotoformans C2-114, S4S8: Co-Inokulation B. subtilis S42 und E. cloacae S81, S4C2: Co-Inokulation B. subtilis S42 und P. azotoformans C2-114, S4S8C2: Mischung aller Stämme.

Auswirkung der Bakterienimpfung auf die Pflanzenhöhe (A) und das Frischgewicht der Knollen (B). Unterschiedliche Buchstaben stellen laut LSD-Test signifikante Unterschiede dar (p < 0,05). W: nicht inokulierte Pflanze als Kontrolle, S4: B. subtilis S42, S8: E. cloacae S81, C2: P. azotoformans C2-114, S4S8: Co-Inokulation B. subtilis S42 und E. cloacae S81, S4C2: Co-Inokulation B. subtilis S42 und P. azotoformans C2-114, S4S8C2: Mischung aller Stämme.

Auswirkung der Bakterienimpfung auf das Trockengewicht der Triebe (A), das Trockengewicht der Wurzeln (B) und die Biomasse (C). Unterschiedliche Buchstaben stellen laut LSD-Test signifikante Unterschiede dar (p < 0,05). W: nicht inokulierte Pflanze als Kontrolle, S4: B. subtilis S42, S8: E. cloacae S81, C2: P. azotoformans C2-114, S4S8: Co-Inokulation B. subtilis S42 und E. cloacae S81, S4C2: Co-Inokulation B. subtilis S42 und P. azotoformans C2-114, S4S8C2: Mischung aller Stämme.

Einfluss der Bakterienimpfung auf Wurzellänge, Wurzeloberfläche, Wurzeldurchmesser und Wurzelvolumen. Unterschiedliche Buchstaben stellen laut LSD-Test signifikante Unterschiede dar (p < 0,05). W: nicht inokulierte Pflanze als Kontrolle, S4: B. subtilis S42, S8: E. cloacae S81, C2: P. azotoformans C2-114, S4S8: Co-Inokulation B. subtilis S42 und E. cloacae S81, S4C2: Co-Inokulation B. subtilis S42 und P. azotoformans C2-114, S4S8C2: Mischung aller Stämme.

Rhizobakterien, die mehrere PGP-Merkmale besitzen, können für landwirtschaftliche Anwendungen genutzt werden.

Ziel dieser Arbeit war es, Rhizobakterien mit verschiedenen direkten und indirekten PGP-Eigenschaften zur Stimulierung des Wachstums von Topinambur zu untersuchen. Die Daten deuten darauf hin, dass die Isolate des PGP-Konsortiums (S42, S81 und C2-114) die Entwicklung von Topinambur deutlich gesteigert haben, indem sie die Pflanzenbiomasse und das Frischgewicht der Knollen erhöht haben.

Interessanterweise besaßen gemäß unserer Beobachtung der PGP- und Enzymeigenschaften einige PGP-Isolate direkte multifunktionale PGP-Merkmale, jedoch wurden nicht alle Hydrolaseproduktionen indirekter PGP-Merkmale konsistent gefunden. Es ist möglich, dass einige Bakterien nicht unbedingt die Produktion des Enzyms benötigen, um die Nährstoffe zu synthetisieren. Nach unserem besten Wissen wurden jedoch zum ersten Mal die gemeinsamen PGP- und hydrolytischen Enzymeigenschaften von Bakterien erkannt und untersucht, die aus der Rhizosphäre der Topinambur isoliert wurden. Rhizobakterien-Isolate produzierten Hydrolase, einschließlich der Enzyme Cellulase, β-Glucosidase, Protease, Phosphatase und Urease. Diese Enzyme spielen eine wichtige Rolle im C-Zyklus, N-Zyklus und P-Zyklus in den Böden. Zellulose ist der am häufigsten vorkommende Bestandteil organischer Nahrungsergänzungsmittel. Es ist ein Hauptvorläufer für die Synthese von organischem Material und organischem Kohlenstoff15,18. Darüber hinaus können diese Enzyme auch die Zellwände von Krankheitserregern hydrolysieren, um die Wirtspflanzen zu schützen2. Unsere Ergebnisse stimmten mit El-Deeb et al.19, Hazarika et al.14 und Magotra et al.20 überein, die berichteten, dass Bacillus die höchsten Werte an hydrolytischen Enzymaktivitäten aufwies, die zur Charakterisierung von PGP-Kandidaten genutzt werden könnten12,14,19,20. 21,22,23,24.

Die Wurzelpflanze nimmt Phosphor und Kalium in löslicher Form auf, um sie für das Wachstum zu nutzen14,25. Unsere Ergebnisse in dieser Studie legen nahe, dass viele Isolate sowohl anorganisches Phosphat als auch Kalium solubilisieren könnten. Die Fähigkeit von Bakterien, Phosphat und Kalium zu solubilisieren, wurde durch ihre Nutzung und Umwandlung von Zucker in organische Säure nachgewiesen, was den pH-Wert des Mediums senkte26,27,28. Darüber hinaus ergaben mehrere Studien, dass EPS-produzierende Bakterien die hohe Effizienz der Solubilisierung unterstützen konnten27,28. Es wurde gezeigt, dass unser Isolat C2-114 EPS produzieren kann, was darauf hindeutet, dass EPS die Effizienz der anorganischen Solubilisierung steigert. Darüber hinaus ist es für den P- und K-Lösungsvermittler möglich, Zink- und Silikatquellen über dieselben Mechanismen freizusetzen22,23,28.

IAA wirkt sich direkt auf die Wurzelverlängerung und indirekt auf die Verbesserung der Wasser- und Nährstoffaufnahmeeffizienz aus28. Die Ausscheidung von IAA im Boden unterscheidet sich von der in vitro, abhängig von verschiedenen Faktoren. In einer früheren Studie von Sritongon et al.29 produzierte derselbe Stamm von P. azotoformans in Gegenwart von L-Tryptophan 78,75 µg mL−1 IAA. Unterschiedliche Mengen an IAA in vitro hängen jedoch von mehreren Faktoren ab, darunter den Kulturbedingungen, Artenstämmen und Tryptophankonzentrationen30. E. cloacae produzierte die größte Menge an IAA. Unsere Ergebnisse stimmen mit der Studie von Kavamura et al.12 überein, die hohe Konzentrationen an IAA ergab, die von Mitgliedern der Familie der Enterobacteriaceae produziert werden.

Das Pflanzenwachstum wird durch die Wechselwirkung zwischen IAA- und ACC-Spiegeln reguliert16,31. Unsere Ergebnisse legen nahe, dass S81 die höchste Menge an IAA- und ACC-Desaminase produziert. Die hohe Konzentration an IAA in den Pflanzenwurzeln beeinflusst den ACC-Vorläufer und führt zu einer erhöhten Bildung von Ethylen31. Überschüssiges Ethylen ist das auslösende Signal, mit dem das Pflanzenwachstum gehemmt wird. ACC-Deaminasen, die von PGP-Rhizobakterien produziert werden, hydrolysieren den Vorläufer von Ethylen zu α-Ketobutyrat und Ammoniak, um Ethylen zu verringern.31,32,33 Unter normalen und wasserlimitierten Bedingungen verstärken sowohl IAA- als auch ACC-Deaminasen als Signal insbesondere Länge, Durchmesser und Volumen von Sunchoke-Wurzel16. Laut der Forschung von Khan et al.34 zeigten sowohl IAA- als auch ACC-Deaminase, dass die Wirkung auf die Erhöhung der Pflanzenbiomasse die Pflanzenbiomasse erhöhen kann. ACC-Deaminase zeigte im Stresszustand eine herausragende Aktivität gegenüber anderen. Unter normalen Bedingungen war die ACC-Deaminase-Aktivität jedoch größer als unter Stress35. ACC-Deaminase war für PGP-Rhizobakterien erforderlich, um die Pflanzenentwicklung unter beiden Bedingungen effizient zu fördern.

Drei Stämme (S42, S81 und C2-114) wurden auf verschiedene Wirkungen untersucht, die die Pflanze indirekt fördern könnten. Sie präsentierten positive Ergebnisse für die Sekretion von Oxalatoxidase, die zur Zerstörung von Phytopathogenen wie Sclerotinia sclerotiorum und Sclerotium rolfsii36 führt. S81 und C2-114 produzierten den Siderophor, einen Chelator, der Eisen im Boden der Umwelt abfängt. Eisen ist ein notwendiger Cofaktor für Stoffwechselenzyme und verursacht so eine Konkurrenz, die das Wachstum von Pflanzenpathogenen unterdrückt37. Wir fanden jedoch keine Wechselwirkung zwischen dem Siderophor und der Hemmung des S. rolfsii-Wachstums. S42 zeigte eine positive Hemmung von S. rolfsii, die neben bioaktiven Verbindungen möglicherweise auch durch die Protease Cellulase, Amylase oder die andere Hydrolase verursacht wurde. Die produzierten Enzyme spielten eine auslösende Rolle beim Schutz der Wirtspflanze. Darüber hinaus brechen Hydrolasen die Zellwände pflanzenpathogener Pilze, die Topinambur befallen; Zu diesen Krankheitserregern gehören Fusarium oxysporum, Colletotrichum capsici und S. rolfsii2,17.

Zwei PGP-Stämme ergaben ein positives Ergebnis der Polyaminproduktion. Polyamin (Putrescin, Spermidin und Spermin) verbessert die Pflanzenentwicklung. Darüber hinaus entlastet es Pflanzen in widrigen Umgebungen wie Metalltoxizität, Oxidation, Trockenheit, Salzgehalt und Kälte38. Drei Stämme waren in der Lage, EPS und Biofilm zu produzieren. Sie speichern Feuchtigkeit auf der Oberfläche ihrer Zellen, um die Wurzeloberfläche zu besetzen und vor Austrocknung zu schützen, wodurch die Auswirkungen unterschiedlicher Trockenheit, Salzgehalt und Temperatur verringert werden12. Bacillus ap. und Pantoea sp. waren die produktivsten EPS-Produzenten12,16,23. Mikrobieller Biofilm erhöht die Wirksamkeit der Mikroben-Wurzel-Verbindung14,23,24,39, reduziert Infektionen durch Pflanzenpathogene und schützt Pflanzen vor Stress23,39. Es wurde nachgewiesen, dass unsere selektiven Stämme Umweltbelastungen wie hohe Temperaturen, Salz und Dürre überstehen können. Mikroben setzten Cellulase und Pektinase ein, um die Wurzelzellwand zu hydrolysieren und die Wurzelspitzen und Wurzelverzweigungen an der Innen- und Außenseite der Wurzeln zu besiedeln19,30. Unsere Ergebnisse zeigten auch, dass drei Stämme Motilität zeigten, wie Schwimmen, Schwärmen und Zucken. Ausgewählte Stämme sind daher Kandidaten für Stämme, die mehrere Funktionen bei PGP, Kolonisierung und Überleben in Umweltböden besitzen.

Die Aktivität von PGP-Rhizobakterien im Boden wird nicht von einer einzelnen Art gesteuert, sondern von zahlreichen gleichzeitig agierenden Arten12,40. Das Fehlen einer Hemmzone am Schnittpunkt der senkrechten Streifen zeigte an, dass der Hydrolase-produzierende Stamm und die PGP-Stämme kompatibel waren. Es war möglich, Sorten zu kombinieren und damit das Wachstum von Topinambur zu fördern. Daher wurden sie in einem nicht sterilen Boden durchgeführt, was bedeutet, dass ihre Leistung von der in vitro gezeigten Leistung abweichen kann.

Gemäß den physiologischen Ergebnissen der Pflanzen zeigten die Photosyntheserate, die Stomata-Leitfähigkeit und die Transpirationsrate einen abnehmenden Trend von 30 auf 90 DAT. Stomatale Leitfähigkeit und Transpiration reagierten darauf, Wasserverlust in Situationen mit Wassermangel zu verhindern6. Bei Trockenstress wurden signifikante Unterschiede in der Photosyntheserate beobachtet1,16. Diese Parameter deuteten auf unterschiedliche Reaktionen auf Stress hin.

In diesem Fall wurden die Höhe der Pflanze, die Spross-Trockenmasse, die Wurzel-Trockenmasse und die Gesamtbiomasse erhöht, wenn sie mit einem einzigen Impfmittel des Bakterienisolats C2-114 behandelt wurden. Ähnlich wie bei Sritongon et al.29 erhöhte sich C2-114 in der Sunchoke-Biomasse beim anfänglichen Wachstum, was eine starke Korrelation mit der IAA zeigte. Darüber hinaus wurden eine verbesserte Wurzelverlängerung, ein größerer Durchmesser und eine größere Oberfläche als positive Auswirkungen der S81- und C2-114-Inokulation angesehen. Dies kann auf das Vorhandensein von IAA- und ACC-Desaminase zurückzuführen sein. ACC und IAA arbeiteten zusammen, um das Verhältnis von ACC zu IAA in modifizierten Wurzelsystemen zu modulieren16,27,34.

Das Konsortium ausgewählter Isolate zeigte einen signifikanten Unterschied in ihrer Fähigkeit zur Steigerung der Höhe, des Trockengewichts der Triebe, des Trockengewichts der Wurzeln, der Biomasse bei 60 DAT bis zur Ernte und des Frischgewichts der Knollen. Ähnlich wie Hazarika et al.14 hatten PGP-Rhizobakterien-Konsortien eine stärkere Wirkung auf Pflanzen als einzelne Inokulums. Konsortien von Bakterienisolaten milderten die negativen Auswirkungen von Salzstress und erhöhten die Biomasse von Buschbohnen27. Unsere Daten deuten darauf hin, dass gemischte Kultur durch die Aufwertung der Topinambur zur synergetischen Aktivität beiträgt. Daher könnte ein Konsortium aus PGP (zwei Stämmen) und Hydrolase produzierenden Rhizobakterien die Pflanzenbiomasse und die Knollenproduktivität über mehrere direkte und indirekte PGP-Aktivitäten sowie extrazelluläre Enzymsynthese besser verbessern als ein einzelnes Impfmittel. Darüber hinaus zeigte die Anwendung des gemischten Impfmittels eine höhere Anzahl überlebender Zellen in ihrer natürlichen Umgebung als die Verwendung eines einzelnen Impfmittels12,16,40,41,42. Es kann als Biodünger in Sunchoke verwendet werden. Diese Arbeit weist jedoch Einschränkungen auf, da potenzielle Konsortium-Isolate unter Feldbedingungen bestätigt werden müssen. Für die weitere Forschung werden wir uns auf die Wirksamkeit von vor Ort angewendeten organischen Zusatzstoffen bei der Förderung des Pflanzenwachstums für die Entwicklung von Biodüngern konzentrieren.

Unsere Studie ergab, dass Rhizobakterien über vielfältige direkte und indirekte PGP-Aktivitäten verfügen, die ihre Fähigkeit zur Steigerung der Pflanzenproduktivität unterstützen. Es wurde bestätigt, dass zwei PGP-Stämme (Enterobacter cloacae und Pseudomonas azotoformans) und ein Hydrolase-produzierender Stamm (Bacillus subtilis) das Pflanzenwachstum fördern. Diese interessanten Ergebnisse legen nahe, dass die gemischten drei Isolate das Wachstum von Pflanzen wie der Biomasse und der Knolle von Topinambur stimulierten. Somit zeigte dieses Konsortium ein hohes Potenzial zur Förderung des Pflanzenwachstums. Um die Bodenverbesserung zu überprüfen; Das Konsortium aus Impfmitteln kann als Ergänzung zur Bodenverbesserung oder zum Kompost verwendet und zum Biodüngerprodukt weiterentwickelt und unfruchtbare Böden zur nachhaltigen Verbesserung genutzt werden.

Proben von Topinamburwurzeln mit anhaftender Erde wurden aus 0 bis 10 cm Tiefe auf dem Bauernhof der Abteilung für Feldfrüchte, Fakultät für Landwirtschaft, Khon Kaen-Universität, Khon Kaen Thailand (16°47′45′′N, 102°81′07) gesammelt „E). Die Wurzeln wurden in einer Eisbox gelagert, bevor sie ins Labor gebracht wurden. Die Wurzel jeder Probe wurde in etwa 0,5 cm große Segmente geschnitten. Fünf Gramm Wurzelsegmente wurden in 45 ml Verdünnungsmittel (0,85 % (Gew./Vol.) NaCl und 0,1 % (Gew./Vol.) Tween 20) in einem Erlenmeyerkolben überführt. Alle Kolben wurden 1 Stunde lang bei 180 U/min geschüttelt. Ein Aliquot von 0,0,1 ml einer zehnfachen Reihenverdünnung wurde auf Bodenextraktmedium43 verteilt: 1,0 g Pepton, 1,0 g Hefeextrakt, 0,5 g K2HPO4, 0,5 g (NH4)2SO4, 0,05 g MgSO4 ·7H2O, 0,01 g FeCl3, 0,1 g CaCl2, 15,0 g Agar, 250 ml Bodenextrakt, 15,0 g Agar und 750 ml destilliertes Wasser und R2A-Medium: 0,5 g Caseinhydrolysat, 0,5 g Proteosepepton, 0,5 g Glucose, 0,5 g lösliche Stärke, 0,3 g K2HPO4, 0,024 g MgSO4·7H2O, 0,3 g Natriumpyruvat, 15,0 g Agar und 1000 ml destilliertes Wasser. Die Platten wurden 48 Stunden lang bei 30 °C inkubiert. Basierend auf der Morphologie wurden verschiedene Bakterienkolonien ausgewählt und mithilfe der Kreuzstreifentechnik auf einer Petrischale mit tryptischem Sojaagar (TSA) (Himedia) gereinigt. Bakterienisolate wurden bis zur weiteren Verwendung in 20 %iger Glycerinlösung bei –20 °C gelagert.

Alle Isolate wurden auf PGP-Merkmale wie Stickstofffixierung, Phosphatsolubilisierung, Kaliumsolubilisierung, Synthese von Indol-3-essigsäure und 1-Aminocyclopropan-1-carbonsäure (ACC)-Desaminaseaktivität untersucht. Bezüglich der Stickstofffixierung wurde jedes Isolat in die stickstofffreie Bouillon von Ashby geimpft44. NBRIP-Agar45 und Aleksandrov-Agar46 wurden verwendet, um die Solubilisierung von Phosphat bzw. Kalium zu bewerten. Jedes Isolat wurde 24 Stunden lang in tryptischer Sojabrühe (TSB) (Himedia), ergänzt mit 1 g L-1 l-Tryptophan (Acros Organics), kultiviert und mit Salkowskis Reagenz versetzt47. Die ACC-Desaminaseaktivität wurde auf DF-Minimalsalzagar48 mit 3 mM 1-Aminocyclopropan-1-carbonsäure (ACC) anstelle von Ammoniumsulfat32 gescreent. Pseudomonas azotoformans C2-114 (Zugangsnummer LC130639), das Stickstofffixierung, Phosphat- und Kaliumlöslichkeit, IAA-Produktion und Siderophormerkmale29 besaß, wurde zur Untersuchung der ACC-Deaminaseaktivität und anderer PGP- und Hydrolaseaktivitäten verwendet.

Die Phosphatlöslichkeit jedes PGP-Isolats wurde unter Verwendung von NBRIP-Medium45 bestimmt. PGP-Isolat wurde in TSB-Medium bei 30 °C und 150 U/min 24 Stunden lang gezüchtet. Die Bakterienzelle (bestehend aus etwa 108 KBE ml-1 als Inokulum (100 µL) jedes Isolats wurde in ein 5 ml steriles NBRIP-Brüheröhrchen mit 0,5 % (w/v) Tricalciumphosphatpulver als unlöslichem Phosphat überführt. Die Röhrchen wurden hergestellt in dreifacher Ausfertigung und 7 Tage lang bei 30 °C und 150 U/min inkubiert. Aliquots bestanden aus 1 ml Überstand jeder Probe und Kontrolle sowie 1 ml Molybdat-Vanadat-Reagenz49. Alle Röhrchen wurden 20 Minuten lang im Dunkeln inkubiert. Die Entwicklung von a Die gelbe Farbe wurde zur Quantifizierung des löslichen Phosphors verwendet. Die Probe wurde bei 420 nm gemessen (U-5100, Hitachi). Eine Standardkurve wurde mit KH2PO4 erstellt.

Die Kaliumsolubilisierung jedes PGP-Isolats wurde unter Verwendung von Aleksandrov-Medium46 bestimmt. Inokulum (100 µl) wurde in 5 ml sterile Aleksandrov-Brühe überführt, die 0,2 % (Gew./Vol.) Kaliumaluminiumsilikatpulver (Himedia) als unlösliche Kaliumquelle enthielt. Die Röhrchen wurden dreifach hergestellt und 7 Tage lang bei 30 °C und 150 U/min inkubiert. Als Kontrolle diente Aleksandrov-Bouillonmedium ohne Beimpfung. Lösliches Kalium im Überstand wurde bei 776,5 nm unter Verwendung eines Atomabsorptionsspektrometers (AAnalyst 100, Perkin Elmer) mit Flammenluft C2H2 und einem Spalt von 0,7 nm gemessen. Mit KCl wurde eine Standardkurve erstellt.

Die IAA-Produktion jedes PGP-Isolats wurde mit dem Salkowski-Reagenz47 bestimmt. Das Inokulum (100 µl) jedes Isolats wurde in 5 ml steriles TSB-Medium, ergänzt mit 1 g L-1 l-Tryptophan (Acros Organics), gegeben. Die Röhrchen wurden in dreifacher Ausfertigung hergestellt und dann 48 Stunden lang bei 30 °C und 150 U/min inkubiert. Aliquote von 1 ml Überstand wurden mit 2 ml Salkowski-Reagenz gemischt47, bevor sie 30 Minuten lang im Dunkeln inkubiert wurden. Das Auftreten einer Rotfärbung wurde zur Quantifizierung der IAA-Produktion verwendet. Die Probe wurde bei 530 nm abgelesen. Eine Standardkurve wurde mit IAA (Acros Organics) erstellt.

Die ACC-Desaminaseaktivität wurde nach Penrose und Glick32 bestimmt. Die Isolate wurden in 5 ml DF-Minimalsalzbrühemedium48 mit einem Zusatz von 3 mM ACC (Acros Organics) kultiviert und dann 72 Stunden lang bei 30 °C und 150 U/min inkubiert. Die Zelle wurde durch Zentrifugation geerntet, dann mit 0,1 M Tris-HCl (pH 7,5) gewaschen und in 600 µL 0,1 M Tris-HCl (pH 8,5) resuspendiert. Toluol (30 µL) wurde in die Zelllösung gegeben und verwirbelt. Um die Aktivität der ACC-Deaminase zu bestimmen, wurden toluenisierte Zellen in einem Aliquot von 200 µL in ein 1,5-ml-steriles Mikrozentrifugenröhrchen pipettiert und mit 20 µL 0,5 M ACC und 200 µL 0,1 M Tris-HCl (pH 8,5) gemischt. Die Mischung wurde dann 30 Minuten lang bei 30 °C inkubiert. 1 ml 0,56 N HCl wurde zugegeben und verrührt. Ein Aliquot des Überstands (1 ml) wurde vor der Inkubation bei 30 °C mit 800 µL 0,56 N HCl bzw. 300 µL 0,2 % (w/v) 2,4-Dinitrophenylhydrazin-Reagens (gelöst in 2 N HCl) gemischt für 30 Min. Anschließend wurde 1 ml 2 N NaOH zugegeben und vor der Messung bei 540 nm gründlich gemischt. Die Standardkurve wurde unter Verwendung von α-Ketobutyrat (Sigma-Aldrich) erstellt. Das lösliche Protein wurde gemäß dem Bradford-Assay50 bestimmt. Um eine Standard-Proteinkurve zu erstellen, wurde Rinderserumalbumin (Acros Organics) verwendet.

Alle Isolate wurden auf Cellulase-, β-Glucosidase-, α-Amylase-, Protease-, Urease- und Phosphatase-Merkmale untersucht. Zur Bewertung wurden sekretierte Cellulase und β-Glucosidase auf festem Minimalmedium getestet51: 6,8 g Na2HPO4, 3,0 g KH2HPO4, 0,5 g NaCl, 1,3 g (NH4)2SO4, 0,5 g MgSO4·7H2O, 15,0 g Agar, 1000 ml destilliertes Wasser, Dazu wurden 0,5 % (Gew./Vol.) Cellulose für die Cellulosehydrolyse und 0,1 ml 0,04 % (Gew./Vol.) 4-Methylumbelliferyl-β-d-glucopyranosid (MUG) (Acros Organics) hinzugefügt, um es vor der Inokulation auf dem Agar zu verteilen. Nach 48-stündiger Inkubation bei 30 °C wurde Grams Jodlösung zur Bewertung der Cellulosehydrolyse verwendet. Unter UV-Licht erschien ein fluoreszierender Halo der MUG-Hydrolyse. Zur Beurteilung der proteolytischen Produktion wurde jedes Isolat auf Magermilchagar (Pepton 5 g, Rindfleischextrakt 3 g, Magermilch 10 g, Agar 15 g – 1000 ml) beimpft. Nach 48-stündiger Inkubation bei 30 °C war um die Kolonie herum eine klare Zone sichtbar. Zur Bewertung der α-Amylase wurde die Produktion auf Stärkeagar (Pepton 5 g, Rindfleischextrakt 3 g, Stärke 10 g, Agar 15 g – 1000 ml) durchgeführt. Die Stärkehydrolyse wurde mit Grams Jodlösung untersucht. Zur Phosphataseproduktion wurde die Kultur auf das TSA-Medium getüpfelt, das 0,01 % (Gew./Vol.) Phenolphthaleinbisphosphat-Tetranatriumsalz (Sigma-Aldrich) enthielt, und mit 8,4 % (V/V) Ammoniumhydroxid untersucht26. Die Urease-Produktion wurde auf Christensens mittlerem Harnstoff-Agar (Himedia) durchgeführt, der sterilen 2 % w/v Harnstoff enthielt. Es wurde beobachtet, dass die Kolonie auf dem Agar eine rosarote Farbe zeigte52.

Ausgewählte Isolate wurden auf indirekte PGP-Merkmale untersucht, darunter Siderophorproduktion, antagonistischer Test, Polyaminproduktion, Ammoniakproduktion, Oxalatoxidase-Enzymproduktion, Biofilm, Exopolysaccharidproduktion und die mikrobiellen Eigenschaften unter Umweltstressbedingungen. Zur Bewertung der Siderophorbildung wurde Chrom-Azurol-S-Agar (CAS) verwendet53. Die Unterdrückung von Sclerotium rolfsii wurde nach der in Sritongon et al.29 beschriebenen dualen Methode untersucht. Der Prozentsatz der Hemmung wurde von der Mitte bis zum Rand der Länge des Pilzmyzels berechnet: (A – B)/A × 100 (A: Kontrolle, B: Bakterienimpfung). Zum Testen der Polyaminproduktion wurde Moellers Decarboxylase-Bouillon-Basis (Himedia) pH 7,0, ergänzt mit 1 % (w/v) L-Argininhydrochlorid (Acros Organics), verwendet. Die Ammoniakproduktion wurde mit 4 % (Gew./Vol.) Peptonwasser bewertet und mit Nessler-Reagenz54 untersucht. Oxalatoxidase wurde auf der Agarplatte getestet, die Kaliumoxalat als einzige Kohlenstoffquelle enthielt55. Der Motilitätstest, der Schwimmen, Schwärmen und Zucken umfasste, wurde unter Verwendung eines Nährmediums (0,5 % (Gew./Vol.) Pepton und 0,3 % (Gew./Vol.) Rindfleischextrakt) mit 0,3 %, 0,5 % und 1,0 % (Gew./Vol.) durchgeführt ) Agar. Die Biofilmproduktion wurde mittels Kristallviolettfärbung mit einer modifizierten Version von Latorre et al.56 durchgeführt. Die Produktion von Exopolysacchariden (EPS) erfolgte gemäß Kavamura et al.12 durch Ersetzen von Saccharose durch 10 % (Gew./Vol.) Glucose. Die Fähigkeit der Isolate, einer stressigen Umgebung standzuhalten, wurde durch Kultivierung in Nährbrühe mit unterschiedlicher NaCl-Konzentration, 20 % (Gew./Vol.), Polyethylenglykol (PEG6000) und Wachstum bei 40 °C getestet.

Selektive Rhizobakterien wurden in Nährbrühe auf einem Rotationsschüttler bei 150 U/min und 30 °C 18 Stunden lang kultiviert. Die genomische DNA wurde gemäß dem Protokoll des Herstellers mit dem TIANAMP-Bakterien-DNA-Kit (Tiangen Biotech, China) extrahiert. Das 16S-rRNA-Gen wurde mit den Universalprimern 8F: 5′ AGA GTT TGA TCM TGG CTC AG 3′57 und 1512R: 5′ ACG GYT ACC TTG TTA CGA CTT 3′58 amplifiziert. Die Reaktion wurde auf einem PCR-Thermocycler FlexCycler2 (Analytik Jena, Deutschland) unter Verwendung des folgenden Programms durchgeführt: anfängliche Denaturierung bei 95 °C, 10 min; 35 Denaturierungszyklen bei 94 °C, 1 Minute; Glühen bei 55 °C, 1 Minute; Verlängerung bei 72 °C, 90 s und abschließende Verlängerung bei 72 °C, 10 min. Das PCR-Produkt wurde auf einem 1,5 % (Gew./Vol.) Agarosegel überprüft, bevor es zur Reinigung und Sequenzierung an die 1st BASE Laboratories Sdn. geschickt wurde. Bhd., Malaysia. Die Nukleotidsequenzen wurden dem BioEdit-Programm unterzogen. Vollständige Sequenzen wurden mithilfe von BLASTN analysiert, um sie mit Stammtypen in der GenBank-Datenbank zu vergleichen. Das ClustalW im MEGA-Programm 7.0.0 wurde abgeglichen und ein phylogenetischer Baum mithilfe der Neighbor-Joining-Methode einschließlich 1000 Bootstrap-Replikationen erstellt.

Der Genotyp HEL65 des Topinambur-Sämlings wurde von der Agrarfakultät der Khon Kaen-Universität erhalten. Zur Pflanzenvorbereitung wurde ein Knollenstück mit zwei bis drei Knospen der Sunchoke-Sorte HEL65 in einer Kiste mit feuchtem Kokosnusstorf zum Keimen gebracht. Dann wurden sie in verkohlte Reisschalen und Erde (1:1 Gew./Gew.) auf einer Plastikschale mit Vertiefungen von 4 cm Durchmesser überführt und kultiviert, bis sich zwei echte Blätter entwickelten59. Die Pflanzen wurden gesammelt und mit Leitungswasser gewaschen, um die verkohlten Reisschalen und Erde zu entfernen. Die Pflanzenwurzeln wurden zweimal mit sterilisiertem destilliertem Wasser gespült. Das Wurzelsystem jeder Pflanze wurde vorsichtig in ein 15-ml-Glasröhrchen mit 10 ml sterilem destilliertem Wasser getaucht. Anschließend wurde eine Bakteriensuspension (bestehend aus ca. 108 KBE mL−1 ausgewähltem Isolat) in das Röhrchen überführt. Die Kontrollbehandlung bestand aus Wurzeln in sterilisiertem destilliertem Wasser. Alle Röhrchen wurden 24 Stunden lang bei Raumtemperatur inkubiert, um die Probe für das Rasterelektronenverfahren vorzubereiten Bei der Mikroskopanalyse (REM) wurde die gesamte Wurzel jeder Pflanze zweimal mit steriler 0,1 M phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) (pH 7,2) gespült. Anschließend wurde die Wurzel 2,5 % (v/v) Glutaraldehyd bei 4 °C eingeweicht h, dann zwischen 3 und 5 mm segmentiert und dreimal für 10 Minuten in PBS eingetaucht. Um die Proben zu dehydrieren, wurden sie in eine Reihe von Ethanolverdünnungen (50, 60, 70, 80 und 90 % v/v) getaucht. für 15 Minuten bei jedem Gradienten und zweimal absolutes Ethanol bei Endkonzentration für 30 Minuten vor der Entfernung des Ethanols. Die Proben wurden mit einem Trockner für kritische Punkte (CPD 7501, Polaron) getrocknet, dann mit doppelt beschichtetem Kohlenstoffband an Aluminiumstummeln befestigt und Goldbeschichtet in einer Sputterbeschichtungsmaschine (108 Auto, Cressington). Ein Leo 1450VP Rasterelektronenmikroskop wurde verwendet, um die Stämme zu identifizieren, die sich auf der Wurzel ansiedelten.

Die Biokompatibilität selektiver Isolate wurde mithilfe der Technik des senkrechten Ausstreichens bewertet41. Jedes Isolat wurde gleichzeitig senkrecht über die mittlere Kultur auf TSA-Medium ausgestrichen. Die Platten wurden 24 Stunden lang bei 30 °C inkubiert. Bakterienisolate konnten an der Schnittstelle jeder Kultur wachsen, was auf Biokompatibilität hinweist.

Die Steigerung des Sunchoke-Wachstums durch ausgewählte Rhizobakterien-Isolate wurde in einem Gewächshaus mit offenen Seiten in der Abteilung für Feldfrüchte der Fakultät für Landwirtschaft der Khon Kaen-Universität, Thailand (16°47′59′′N, 102°81′61′E) durchgeführt. . Der Boden wurde an der Luft getrocknet, durch ein 2-mm-Sieb gegeben und dann in einen Topf (15 Zoll Durchmesser und 11 Zoll Tiefe) gegeben, um etwa 21 kg zu füllen. Der Boden wurde als sandiger Lehm mit einem pH-Wert von 6,57 und einer elektrischen Leitfähigkeit von 0,63 dS m−1 klassifiziert. Die chemischen Eigenschaften des Bodens waren 0,20 % organischer Kohlenstoff, 0,35 % organisches Material, 0,02 % Gesamtstickstoff, 12,00 mg kg-1 verfügbarer Phosphor, 24,50 mg kg-1 verfügbarer Kalium und 3,70 c mol kg-1 Kationenaustauschkapazität.

Ein Topfexperiment wurde in einem randomisierten Komplettblockdesign (RCBD) mit vier Wiederholungen durchgeführt. Das Topfexperiment wurde während der frühen Regenzeit (April bis September 2019) durchgeführt. Das Experiment bestand aus den folgenden sieben Behandlungen: Kontrolle ohne Bakterienimpfung (W), geimpft mit Hydrolase-produzierenden Isolaten (S4), geimpft mit PGP-Isolat (S8), geimpft mit PGP-Isolat (C2), geimpft mit PGP-Isolat und Hydrolase produzierend Isolat (S4S8), beimpft mit PGP-Isolat und Hydrolase produzierendem Isolat (S4C2), beimpft mit zwei PGP-Isolaten und Hydrolase produzierendem Isolat (S4S8C2). Topinambur der Sorte HEL65 wurde wie oben beschrieben hergestellt. Alle Methoden wurden in Übereinstimmung mit den relevanten Richtlinien und Vorschriften durchgeführt. In jeden Topf wurde eine Pflanze mit zwei echten Blättern umgepflanzt und in der gleichen Tiefe etabliert. Jedes Isolat wurde einzeln in TSB-Medium kultiviert. Die Isolate wurden unter Rühren mit 150 U/min bei Raumtemperatur 18 Stunden lang gezüchtet. Die Bakterienzellen wurden durch 10-minütige Zentrifugation bei 6000 U/min gesammelt und dann zweimal mit sterilem destilliertem Wasser gewaschen. Die Zellpellets wurden in 0,85 % (Gew./Vol.) NaCl resuspendiert und auf eine Konzentration von 109 KBE ml−1 eingestellt. Für die Co-Inokulation und die Konsortial-Inokulation wurden äquivalente Volumina jedes Isolats als Inokula gemischt. Bakterielle Inokula (20 ml) wurden mit einer Spritze in die Nähe der Wurzeln des Sämlings geimpft.

Pflanzenhöhe, Spross- und Wurzeltrockengewichte wurden 30, 60, 90 Tage nach dem Umpflanzen (DAT) und zum Erntezeitpunkt (140 Tage) aufgezeichnet. Die Spross- und Wurzelproben wurden getrennt. Die Wurzeln wurden auf ein Sieb gelegt und sorgfältig mit Leitungswasser abgespült, um Erdpartikel zu entfernen. Mit einem Scanner (Perfection V800™ Photo, Epson) wurde die Wurzelmorphologie wie Gesamtlänge, Oberfläche, Volumen und durchschnittlicher Durchmesser gescannt und mit der Software Win-Rhizo Pro2004a (REGENT Instruments Inc., Kanada) analysiert. Die Triebe und Wurzeln wurden zur Gewichtskonstanz 72 Stunden lang in einem Heißluftofen bei 70 °C getrocknet. Die Biomasse der Pflanze wurde anhand der Summe der getrockneten Spross- und Wurzelmasse dargestellt. Die photosynthetischen Parameter wurden an den echten Blättern mit einem tragbaren Photosynthesesystem (LI-6400XT, LI-COR Bioscience, USA) gemessen. Das Frischgewicht der Knollen für jede Behandlung wurde bei der Ernte aufgezeichnet.

Die In-vitro-Daten und das Topfexperiment wurden einer einseitigen Varianzanalyse (ANOVA) unterzogen. Alle statistischen Analysen wurden mit der Software Statistix 10 durchgeführt. Der Mittelwert der Behandlungen aller Tests wurde durch den LSD-Test (Least Significant Difference) bei p < 0,05 ermittelt.

S42- und S81-DNA-Sequenzen wurden beim DDBJ mit den Zugangsnummern LC741254 bzw. LC741255 hinterlegt. Bacillus subtilis S42-Gen für 16S-rRNA, Teilsequenz (https://www.ncbi.nlm.nih.gov/nuccore/LC741254). Enterobacter cloacae S81-Gen für 16S-rRNA, Teilsequenz (https://www.ncbi.nlm.nih.gov/nuccore/LC741255). Alle Daten dieser Studie sind auf Anfrage beim entsprechenden Autor unter [email protected] erhältlich.

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Diese Arbeit wurde durch das Stipendium des Forschungsfonds zur Unterstützung von Dozenten bei der Zulassung eines Studenten mit hohem Potenzial zum Studium und zur Forschung im Rahmen seines Expertenprogramms im Jahr 2017 finanziert, Graduiertenschule, Khon Kaen University, Thailand, ID: 602JT212. Vielen Dank an Herrn Matthew Graham Savage für das Korrekturlesen dieses Manuskripts.

Abteilung für Mikrobiologie, Fakultät für Naturwissenschaften, Khon Kaen University, Khon Kaen, 40002, Thailand

Natthawat Sritongon, Sophon Boonlue, Wiyada Mongkolthanaruk und Nuntavun Riddech

Abteilung für Agronomie, Fakultät für Landwirtschaft, Khon Kaen University, Khon Kaen, 40002, Thailand

Sanu Jogloy

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NS hat das Experiment entwickelt und analysiert. SB und WM diskutierten die Ergebnisse. SJ stellte Pflanzenmaterialien und Vorschläge zur Verfügung. NR entwickelte das Experiment, diskutierte die Ergebnisse und kommentierte einen Entwurf des Manuskripts.

Korrespondenz mit Nuntavun Riddech.

Die Autoren geben an, dass keine Interessenkonflikte bestehen.

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Nachdrucke und Genehmigungen

Sritongon, N., Boonlue, S., Mongkolthanaruk, W. et al. Die Kombination aus mehrfacher Pflanzenwachstumsförderung und hydrolytischen Enzymen produzierenden Rhizobakterien und deren Wirkung auf die Wachstumsverbesserung von Topinambur. Sci Rep 13, 5917 (2023). https://doi.org/10.1038/s41598-023-33099-x

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Eingegangen: 01. Dezember 2022

Angenommen: 07. April 2023

Veröffentlicht: 11. April 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-023-33099-x

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